OXIDAÇÃO SELETIVA DE CATECOL CATALISADA PELA ENZIMA POLIFENOL OXIDASE EXTRAÍDA DA JACA (Artocarpus integrifolia)

Antonio R. Cestari (PQ), Eunice F. S. Vieira (PQ), Marina M. Santos Filha (PQ), Alisson J. P. Nascimento (IC)

Universidade Federal de Sergipe, Departamento de Química/CCET, São Cristovão, Sergipe, CEP 49100-000, e-mail: cestari@infonet.com.br

Claudio Airoldi (PQ)

Universidade Estadual de Campinas, Instituto de Química, Campinas, São Paulo, C.P. 6154, CEP 13085-970, e-mail: airoldi@iqm.unicamp.br

palavras-chave: polifenol oxidase, catálise enzimática homogênea, quimiometria

Introdução:

A polifenol oxidase (PFO) é uma enzima que possui um centro metálico formado pelo complexo Cu-imidazol. Ela catalisa reações seletivas de oxidação de mono e di-fenóis para as respectivas quinonas (1). Essa enzima vem sendo muito utilizada na construção de biossensores, para a avaliação seletiva de fenóis em efluentes biológicos e industriais (2). No entanto, sua atividade e seletividade são fortemente influenciadas pela fonte da enzima e por vários fatores experimentais, devendo ser avaliados e definidos antes de qualquer aplicação.

Objetivos:

De um modo geral, usa-se o chamado método univariado para determinar as condições ótimas de atividade enzimática (2). Esse trabalho fará uma comparação entre os métodos univariado e por planejamento fatorial na atividade catalítica da PFO extraída de uma fonte relativamente inexplorada, a jaca.

Métodos:

A PFO foi extraída de Jaca madura (Artocarpus integrifolia). A extração foi feita, homogeneizando-se em liquidificador 25 g da fruta, 100 mL de tampão fosfato e 2,5 g de Policlar^Ò (polivilpirrolidona, comercialmente encontrado pelas denominações SB-100, Super-R, R-10 e FJ, usado para extrair os biofenóis), durante 40 s, com posterior centrifugação a 30000 rpm a 4°C (2). O pH, a concentração do tampão e o tipo de Policlar^Ò, foram determinados em experimentos individuais e posteriormente por planejamento fatorial completo 2³. A atividade enzimática foi determinada pelo método espectrofotométrico a 410 nm (2).

Resultados:

Foram avaliados os substratos –o, -m e –p cresóis, pirogalol e catecol, em reações catalisadas pela PFO. O catecol apresentou um valor de atividade de 8.500 U/mL e o pirogalol 800 U/mL. Os cresóis apresentaram atividades praticamente desprezíveis. Assim, o catecol foi escolhido para os testes catalíticos seguintes. Eles foram realizados pelo método univariado (3). Notou-se que a melhor conversão de catecol em quinona ocorre em pH 5,0, concentração de tampão de 0,10 mol/L e Policlar^Ò do tipo SB-100. Os melhores e os piores resultados catalíticos no método univariado foram utilizados em um planejamento fatorial 2³. Os valores (-) e (+), escolhidos para o planejamento (3) foram: pH= 4,0 e 5,0; concentração do tampão= 0,010 e 0,10 mol/L ; tipo de Policlar^Ò= Super-R e SB-100. Os resultados obtidos no planejamento são mostrados na tabela 1. Os efeitos calculados das variáveis são mostrados na tabela 2.

Tabela 1. Planejamento fatorial com função geradora I=123. A(1) and A(2) representam as duplicatas feitas para a atividade catalítica da PFO (U/mL) nas mesmas condições experimentais e A(m) são os valores médios em U/mL e em porcentagem relativa (%).

Tabela 2. Efeitos principais e de interação para o planejamento fatorial.

Conclusões:

Observou-se a boa seletividade da PFO da jaca pelo catecol. O método multivariado mostrou que as melhores respostas catalíticas ocorrem em pH 5,0 e concentração de tampão 0,010 mol/L. O tipo de Polyclar^â pouca importância apresentou. A atividade catalítica diminuiu com o aumento da concentração do tampão, pois há uma competição entre os grupos fosfato e o substrato pelo centro metálico da enzima (1,2). O efeito do pH parece que mascarou a influência real das outras variáveis. Conclui-se também que a jaca pode ser utilizada com sucesso como fonte alternativa de PFO e que os efeitos dos fatores experimentais na atividade enzimática estudada não podem ser avaliados separadamente.

Bibliografia:

(1) Russel, I.M.; Burton, S.G. Anal. Chim. Acta 1999, 389, 161-170.

(2) Vieira, I.C.; Fatibello-Filho, O. Anal. Letters 1997, 30, 895-907.

(3) Cestari, A.R.; Bruns, R.E.; Airoldi, C.. Colloids Surfaces 1996, 117, 7-13.

CNPq/PIBIC